Advances in Clinical and Experimental Medicine

Title abbreviation: Adv Clin Exp Med
JCR Impact Factor (IF) – 2.1
5-Year Impact Factor – 2.2
Scopus CiteScore – 3.4 (CiteScore Tracker 3.7)
Index Copernicus  – 161.11; MNiSW – 70 pts

ISSN 1899–5276 (print)
ISSN 2451-2680 (online)
Periodicity – monthly

Download original text (EN)

Advances in Clinical and Experimental Medicine

2011, vol. 20, nr 3, May-June, p. 255–261

Publication type: original article

Language: English

Assessment of Glucose-6-Phosphatase Activity in the Submandibular Salivary Gland of Rats Exposed to Cadmium and/or Zinc in Drinking Water

Ocena aktywności glukozo-6-fosfatazy w śliniance podżuchwowej szczura eksponowanego na kadm i /lub cynk z wodą do picia

Ewa Dąbrowska1,, Rafał Letko1,, Elżbieta Kulikowska-Karpińska2,, Małgorzata Brzóska2,

1 Department of Social and Preventive Dentistry, Medical University of Bialystok, Poland

2 Department of Toxicology, Medical University of Bialystok, Poland

Abstract

Background. Analyzing glucose-6-phosphatase activity (G-6-P-aza) in histochemical investigations allows the symptoms of metal intoxication in animal cells to be assessed.
Objectives. Assessment of the enzyme marking the activity of the endoplasmic reticulum involved in the production of proteins in the cells of the submandibular salivary gland of rats exposed to cadmium and /or zinc in their drinking water.
Material and Methods. The study used 144 male Wistar rats aged 5–6 weeks, with an initial body weight of 189–200 g. Cadmium was administered in aqueous solutions of cadmium chloride (CdCl2) at concentrations of 5 mg Cd/dm3 or 50 mg Cd/dm3. Zinc was administered in the form of zinc chloride (ZnCl2) in aqueous solutions at concentrations of 30mg Zn/dm3 or 60mg Zn/dm3. The animals were exposed to the metals for periods of 6 months (series I) and 12 months (series II). The dissected submandibular salivary glands were used as material for analysis. The activity of glucose-6-phosphatase (G-6-P-ase) (E.C.3.1.3.9) was assessed using the Wachstein-Meisel method with glucose-6-phosphate sodium salt (G-6-P) (Sigma).
Results. In most of the experimental groups, the serous acinar cells of the salivary gland showed an enhanced reaction to glucose-6-phosphatase as compared to the control animals.
Conclusion. The toxic actions of cadmium and zinc led to some changes in the activity of glucose-6-phosphatase in the cells of the submandibular salivary gland.

Streszczenie

Wprowadzenie. Analiza aktywności glukozo-6-fosfatazy (G-6-P-aza) w badaniach histochemicznych umożliwia ocenę wystąpienia objawów zatrucia metalami w obrazie komórki zwierzęcej.
Cel pracy. Ocena aktywności enzymu markującego aktywność siateczki śródplazmatycznej uczestniczącej w wytwarzaniu białek w komórkach ślinianki podżuchwowej szczurów, eksponowanych na kadm i/lub cynk z wodą do picia.
Materiał i metody. Badania przeprowadzono na 144 szczurach, samcach rasy Wistar w wieku 5–6 tygodni o początkowej masie ciała 180–200 g. Kadm podawano w wodnych roztworach chlorku kadmu (CdCl2) w stężeniu 5 mg Cd/dm3 lub 50 mg Cd/dm3. Cynk zwierzęta otrzymywały w postaci chlorku cynku (ZnCl2), również w wodnych roztworach w stężeniu 30 mg Zn/dm3 i 60 mg Zn/dm3. Zwierzęta były eksponowane na badane metale przez okres 6 (seria I) i 12 miesięcy (seria II). Materiał do badań histoenzymatycznych stanowiły wypreparowane ślinianki podżuchwowe. Aktywność glukozo-6-fosfatazy (G-6-P-aza) (E.C.3.1.3.9) badano według Wachstein-Meisel z użyciem soli sodowej G-6-P firmy Sigma.
Wyniki. W pęcherzykach surowiczych ślinianki nastąpiło nasilenie reakcji na glukozo-6-fosfatazę w większości grup doświadczalnych w porównaniu z grupą kontrolną.
Wnioski. W odpowiedzi na toksyczne działanie kadmu i cynku dochodziło do zmiany aktywności glukozo-6-fosfatazy w komórkach ślinianki podżuchwowej.

Key words

cadmium, zinc, glucose-6-phosphatase, submandibular salivary gland, rat

Słowa kluczowe

kadm, cynk, glukozo-6-fosfataza, ślinianka podżuchwowa, szczur.

References (31)

  1. Cousins RJ: Regulatory aspects of zinc metabolism in liver and intestine. Nutr Rev 1979, 97, 37–42.
  2. Dąbrowska E, Szmitkowski M, Kulikowska-Karpińska E, Łapińska J, Letko R: Cadmium content in the rat submandibular salivary gland depending on Cd dose and exposure time. Pol J Environ Stud 2009, 18, 6A, 169–172.
  3. Urbanek-Karłowska B, Wojciechowska-Mazurek M, Starska K: Ocena zawartości kadmu w wybranych grupach produktów spożywczych. Med Pr 1995, 46, 5, 57–69.
  4. Benedetti JL, Dewailly E, Turcotte F, Lefabvre M: Unusually high blood cadmium associated with cigarette smoking among three subgroups of the general population. Sci Total Environ 1994, 152, 161–167.
  5. Reeves PG, Rossow KL: Zinc-and/or cadmium-induced intestinal metallothionein and copper metabolism in adult rats. Nutr Biochem 1996, 7, 128–134.
  6. Mukhopadhay B, Bose S, Bhattacharyya S: Induction of metallothionein in rat liver by cadmium chloride: probable mechanism of action. Biomed Environ Sci 1994, 7, 232–240.
  7. Hałatek T, Chmielnicka J: Ocena nefrotoksycznego działania kadmu u zwierząt doświadczalnych i ludzi. Post Hig Med Dośw 1993, 47, 5, 375–391.
  8. Cherian MG, Nordberg M: Cellular adaptation in metal toxicology and metallothionein. Toxicology 1983, 28, 1–15.
  9. Vasak M, Hasler D: Metallothioneins: new functional and structural insights. Curr Opin Chem Biol 2000, 4, 177–183.
  10. Friedman PA, Gesek FA: Cadmium uptake by kidney distal convoluted tubule cells. Toxicol Appl Pharmacol 1994, 128, 2, 257–263.
  11. Brzóska MM, Kamiński M, Dziki M, Moniuszko-Jakoniuk J: Changes in the structure and function of the kidney of rats chronically exposed to cadmium. II Histoenzymatic Studies. Arch Toxicol 2004, 78, 4, 226–231.
  12. Orłowski C, Piotrowski JK, Bem EM, Szumiło J: The monitoring of cadmium, zinc and copper in the kidneys and liver of deceased humans from the region of Lublin. Acta Pol Toxicol 1995, 3, 99–106.
  13. Stohs J, Bagachi D: Oxidative mechanisms in the toxicity of metal ions. Free Radic Biol Med 1995, 18, 321–336.
  14. Żak I, Steibert E: Biochemiczne aspekty toksykologii kadmu. Post Hig Med Dośw 1980, 34, 249–272.
  15. Pasternak K, Papierkowski A, Majdanik M: Wpływ niektórych metali na stężenie magnezu i wapnia w mitochondriach wybranych tkanek szczura. Ann Univ Mariae Curie-Skłodowska Lublin – Polonia 2001, 14, 8, 55–60.
  16. Norbert GF, Kjellstrom T, Norberg M: Kinetics and metabolism. Cadmium and health: a toxicological and epidemiological appraisal. Eds.: Friberg L, Elinder CG, Kjellstrom T, Norberger G, inc., Boca Raton, Florida 1985, 1, 103–178.
  17. Martel J, Marion M, Denizeau F: Effect of cadmium on membrane potential in isolated rat hepatocytes. Toxicology 1990, 60, 161–172.
  18. Skoczyńska A, Smolik R: The effect of combined exposure to lead and cadmium on serum lipids and lipid peroxides level in rats. Int J Occup Med Environ Health 1994, 7, 263–271.
  19. Szpetnar M, Pasternak K: Aktywność dysmutazy ponadtlenkowej w tkankach szczurów otrzymujących chlorek kadmu. Ann Univ Mariae Curie – Skłodowska Lublin – Polonia 2001, 14, 6, 45–48.
  20. Putman CD, Arvai AS, Bourne Y, Tainer JA: Active and inhibited human catalase structures: ligand and NADPH binding and catalytic mechanism. J Mol Biol 2000, 296, 295–309.
  21. Kulikowska E, Moniuszko-Jakoniuk J, Miniuj K: Rola cynku w procesach fizjologicznych i patologicznych organizmu. Pol Tyg Lek 1991, 46, 24–26, 470–473.
  22. Kojima S, Furukawa A, Kiyozumi M, Shimada H: Comparative renal toxicity of metallothioneins with different cadmium/zinc ratios in rats. Toxicol Lett 1991, 56, 197–205.
  23. Wachstein M, Meisel E: Histochemistry of hepatic phosphatases and physiologic pH with special reference to the demonstration of bile canaliculi. Ann J Clinic Pathol 1957, 27, 12–23.
  24. Dąbrowska E, Balunowska M, Szynaka B, Letko R: Biological effect of natrium fluoride in chosen internal organs of the rat – ultrastructural study. Acta Toxicol 2005, 13, 1, 31–36.
  25. Kulkarni JS, Khanna A: Functional hepatocyte-like cells derived from mouse embryonic stem cells: A novel in vitro hepatotoxicity model for drug screening. Toxicol in vitro 2006, 20, 6, 1014–1022.
  26. Dąbrowska E, Szynaka B, Kulikowska-Karpińska E: Ultrastructural study of the submandibular gland of the rat after 6-month exposure to cadmium and zinc in drinking water. Adv Med Sci 2006, 51, 245–249.
  27. Zalewska A, Brzóska MM, Marciniak J, Karaszewska K, Zwierz K, Moniuszko-Jakoniuk J: Activity of lysosomal exoglycosidases in submandibular glands of rats intoxicated by cadmium at doses related to human chronic environmental and occupational exposures. Acta Biochim Pol 2004, 51, 3, 831–837.
  28. Dąbrowska E, Letko R, Gałażyn-Sidorczuk M, Kulikowska-Karpińska E, Łapińska J: Effect of exposure to cadmium on the level of metallothionein in the rat submandibular gland. Pol J Environ Stud 2009, 18, 6A, 186–188.
  29. Dąbrowska E, Szmitkowski M, Kulikowska-Karpińska E, Łapińska J, Letko R: Effect of zinc supplementation on cadmium concentration in the rat submandibular salivary gland. Pol J Environ Stud 2009, 18, 6A, 173–181.
  30. Sunardhi-Widyaputra S, Van den Oord JJ, Van Houdt K, De Ley M, Van Damme B: Identification of metallothioneinand parathyroid hormone-related peptide (PTHrP)-positive cells in salivary gland tumors. Path Res Pr 1995, 191, 11, 1092–1098.
  31. Irie Y, Mori F, Keung WM, Mizushima Y, Wakabayashi K: Expression of neuronal growth inhibitory factor (metallothionein-III) in the salivary gland. Phys Res 2004, 53, 6, 719–723.
© Wroclaw Medical University